PCR仪百科简介

发布时间:17-05-03 14:49分类:技术文章 标签:PCR仪,PCR仪百科简介
摘要:简单的说,PCR*是利用DNA聚合酶对特定基因做体外或试管内InVitro的大量合成,基本上它是利用DNA聚合酶进行专一性的连锁复制。目前常用的技术,可以将一段基因复制为原来的一百亿至一千亿倍。根据DNA扩增的目的和检测的标准,可以将PCR仪分为普通PCR仪,梯度PCR仪,原位PCR仪,实时荧光定量PCR仪四类。PCR简介PCR的要素基本的PCR须具备1.要被复制的DNA模板
Template2.界定复制范围两端的引物Primers.3.DNA聚合酶Taq.
Polymearse4.合成的原料(四种脱氧核苷酸)及水。PCR仪工作原理利用升温使DNA变性,用限制性内切酶使DNA双链解链,在聚合酶的作用下使单链复制成双链,进而达到基因复制的目的PCR的反应包括三个主要步骤分别是1.
Denaturation 2. Annealing of primers,3. Extension of primers。 所谓
Denaturing乃是将DNA加热(至90~95℃)变性,
将双股的DNA加热后转为单股DNA以做为复制的模板. 而Annealing 则是令
Primers于一定的温度下(冷却至55~60℃)附着于模板DNA两端。
*后在DNA聚合酶e.g. Taq-polymerase 的作用下(加热至70~75℃)进行引物的延长
Extension of
primers及另一股的合成。PCR的*早设想核酸研究已有100多年的历史,本世纪60年代末、70年代初人们致力于研究基因的体外分离技术,Korana于1971年*早提出核酸体外扩增的设想:“经过DNA变性,与合适的引物杂交,用DNA聚合酶延伸引物,并不断重复该过程便可克隆tRNA基因”。PCR的实现1985年美国PE-Cetus公司人类遗传研究室的Mullis
等发明了具有划时代意义的聚合酶链反应。其原理类似于DNA的体内复制PCR的改进与完善Mullis*初使用的DNA聚合酶是大肠杆菌
DNA 聚合酶 I 的Klenow片段,其缺点是:①Klenow酶不耐高温,
90℃会变性失活,每次循环都要重新加。②引物链延伸反应在37℃下进行,容易发生模板和引物之间的碱基错配,其PCR产物特异性较差,合成的DNA片段不均一。此种以Klenow酶催化的PCR技术虽较传统的基因扩增具备许多突出的优点,但由于Klenow酶不耐热,在DNA模板进行热变性时,会导致此酶钝化,每加入一次酶只能完成一个扩增反应周期,给PCR技术操作程序添了不少困难。这使得PCR技术在一段时间内没能引起生物医学界的足够重视。1988年初,Keohanog改用T4
DNA聚合酶进行PCR,其扩增的DNA片段很均一,真实性也较高,只有所期望的一种DNA片段。但每循环一次,仍需加入新酶。1988年Saiki
等从温泉中分离的一株水生嗜热杆菌thermus aquaticus
中提取到一种耐热DNA聚合酶。此酶具有以下特点:①耐高温,在70℃下反应2h后其残留活性大于原来的90%,在93℃下反应2h后其残留活性是原来的60%,在95℃下反应2h后其残留活性是原来的40%。②在热变性时不会被钝化,不必在每次扩增反应后再加新酶。③大大提高了扩增片段特异性和扩增效率,增加了扩增长度2.0Kb。由于提高了扩增的特异性和效率,因而其灵敏性也大大提高。为与大肠杆菌多聚酶IKlenow片段区别,将此酶命名为TaqDNA多聚酶Taq
DNAPolymerase。此酶的发现使PCR广泛的被应用。PCR仪的分类普通的PCR仪把一次PCR扩增只能运行一个特定退火温度的PCR仪,叫传统的PCR仪,也叫普通PCR仪。如果要做不同的退火温度需要多次运行。主要是做简单的,对目的基因退火温度的扩增。该仪器主要应用于科研研究,教学,医学临床,检验检疫等机构。梯度PCR仪把一次性PCR扩增可以设置一系列不同的退火温度条件(温度梯度),通常有12种温度梯度,这样的仪器*叫梯度PCR仪。因为被扩增的不同DNA片段,其*适退火温度事不同,通过设置一系列的梯度退火温度进行扩增,从而一次性PCR扩增,*可以筛选出表达量高的*适退火温度,进行有效的扩增。主要用于研究未知DNA退火温度的扩增,这样节约成本的同时也节约了时间。主要用于科研,教学机构。梯度PCR仪,在不设置梯度的情况下也可以做普通PCR扩增。原位PCR仪用于从细胞内靶DNA的定位分析的细胞内基因扩增仪,如病源基因在细胞的位置或目的基因在细胞内的作用位置等。是保持细胞或组织的完整性,使PCR反应体系渗透到组织和细胞中,在细胞的靶DNA所在的位置上进行基因扩增,不但可以检测到靶DNA,又能标出靶序列在细胞内的位置,于分子和细胞水平上研究疾病的发病机理和临床过程及病理的转变有重大的实用价值。实时荧光定量PCR仪在普通PCR仪的基础上增加一个荧光信号采集系统和计算机分析处理系统,*成了荧光定量PCR仪。其PCR扩增原理和普通PCR仪扩增原理相同,只是PCR扩增时加入的引物是利用同位素、荧光素等进行标记,使用引物和荧光探针同时与模板特异性结合扩增。扩增的结果通过荧光信号采集系统实时采集信号连接输送到计算机分析处理系统得出量化的实时结果输出。把这PCR仪叫做实时荧光定量PCR仪(qPCR仪)。荧光定量PCR仪有单通道,双通道,和多通道。当只用一种荧光探针标记的时候,选用单通道,有多荧光标记的时候用多通道。单通道也可以检测多荧光的标记的目的基因表达产物,因为一次只能检测一种目的基因的扩增量,需多次扩增才能检测完不同的目的基因片段的量。该仪器主要用于医学临床检测,生物医药研发,食品行业,科研院校等机构。获得诺贝尔奖的PCR技术1995年,美国科学家Mulis众望所归地获得了诺贝尔化学奖,他所取得的成*是发明了PCR技术。PCR,中文译为聚合酶链式反应,其实是一种DNA的快速扩增技术,其扩增效率之高*象核裂变的“链式反应”那样。PCR技术通过两个短的称为引物的
DNA小片段和一种耐热的酶的作用,可以在3个小时内把特定的DNA量提高1000万倍。这种技术一问世,立刻引起了分子生物学研究的一场革命,人们利用
这种轰动全的技术很快*把微观领域的生物学研究大大地往前推了一步。可以这么说,PCR技术使分子生物学研究一下子获得了突破,而且随着PCR技术的
日趋完善,PCR在人类社会生活中的应用也越来越广泛。比如说在“DNA指纹”
中我们提到,科学家们只需要一根头发甚至一个细胞*可以完成DNA指纹的鉴定工作,这里实际上*要采用PCR技术,因为一个细胞中的DNA含量实在太少
了,人们根本不可能检测到它的指纹;有了PCR技术*好办了,通过PCR技术把这个细胞中的DNA片断扩增1000万倍,这样DNA量*足够作指纹鉴定了。
再比如,在医院里检验血液中的某种病毒,有时病毒量极少(例如有的艾滋病病毒携带者),通过传统的检查方法费力又费时,这时PCR技术也许*可以帮上忙。
可以*选定这种病毒DNA上的一段DNA,设计合适的引物DNA,然后通过PCR技术一扩增很快*可以判断出血样中是否扩增出了大量的DNA,如果是的
话,那么*说明血样中带有该种病毒了。PCR方法不但有极高的灵敏度,而且可以同时一次做近百个扩增反应,省时省力效率高。PCR技术神奇*神奇在以下几个特点上:一是被扩增的DNA所需量极小,理论上讲一个分子*可以用于扩增了;二是扩
增效率高,目的基因的量成指数形式扩增,几个小时*扩增1000万倍以上。现在PCR技术已经被广泛地应用于生命科学研究、食品卫生、医疗、法医及环境监
测等诸多方面,真不愧是“获得诺贝尔奖”的好技术!北京熙缜隆博环保科技有限公司是经销进口仪器设备的供应商,我们的产品优惠,质量保证,原装进口,欢迎前来选购!

PCR技术完全讲座

发布时间:17-05-11 17:49分类:技术文章 标签:PCR仪,PCR仪有哪些类型?
根据DNA扩增的目的和检测的标准可以将PCR仪分为普通PCR仪,梯度PCR仪,原位PCR,实时荧光定量PCR仪等几类。1、普通PCR仪一般把一次PCR扩增只能运行一个特定退火温度的PCR仪,称之为普通PCR仪。如果要用它做不同的退火温度则需要多次运行。主要是用作简单的,对目的基因退火温度的扩增。主要应用于科研、教学、临床医学、检验、检疫等。2、梯度PCR仪一次性PCR扩增可以设臵一系列不同的退火温度条件(通常12种温度梯度)的称之为梯度PCR仪。因为被扩增的不同的DNA片段其*澳门新葡萄京官网注册,适合的退火温度不同,通过设臵一系列的梯度退火温度进行扩增,从而一次性PCR扩增*可以筛选出表达量高的*适合退火温度进行有效的扩增。主要用于研究未知DNA退火温度的扩增,这样既节约时间,也节约经费。在不设臵梯度的情况下亦可当做普通的PCR用。真正的梯度,是每一排管都有精确的加热控温探头,2009年为止只有美国ABI公司可以做到。其他的都是从两头的热传递来设计控温。梯度PCR仪多应用于科研、教学机构。3、原位PCR仪(有些品牌的PCR仪具有普通PCR、梯度PCR、原位PCR的功能,通过替换模块进行多用途开展实验工作)是用于从细胞内靶DNA的定位分析的细胞内基因扩增仪。如病原基因在细胞的位臵或目的基因在细胞内的作用位臵等。可保持细胞或组织的完整性,使PCR反应体系渗透到组织和细胞中,在细胞的靶DNA所在的位臵进行基因扩增。不但可以检测到靶DNA,还能标出靶序列在细胞内的位臵。于分子和细胞水平上研究疾病的发病机理和临床过程及病理的转变有着重大的实用价值。4、实时荧光定量PCR仪(fluorescencerquantitivepolymerasechainreaction,FQPCR)在普通PCR仪设计基础上增加荧光信号激发和采集系统和计算机分析处理系统,形成了具有荧光定量PCR功能的仪器。其PCR扩增原理和普通PCR扩增原理相同,在PCR扩增时加入的引物是利用同位素、荧光素等进行标记,使用引物和荧光探针同时与模板特异性结合扩增。扩增的结果通过荧光信号采集系统实时采集信号连接输送到计算机分析处理系统,得出量化的实时结果输出。荧光定量PCR仪有单通道,双通道和多通道之分。当只用一种荧光探针标记的时候,选用单通道;有多种荧光标记的时候使用多通道。单通道也可以检测多荧光的标记和目的基因表达产物,因为一次只能检测一种目的基因的扩增量,需多次扩增才能检测完不同的目的基因片段的量。多通道利于做多重PCR,实现一次检测多种目的基因的功能。实时荧光定量PCR仪主要应用于临床医学检测、生物医药研发、食品行业、科研院校等。实时荧光定量PCR仪+实时荧光定量试剂+通用电脑+自动分析软件,构成PCR-DNA/RNA实时荧光定量检测系统。

PCR技术概论 

聚合酶链反应(Polymerase Chain
Reaction,PCR)是80年代中期发展起来的体外核酸扩增技术。它具有特异、敏感、产率高、快速、简便、重复性好、易自动化等突出优点;能在一个试管内将所要研究的目的基因或某一DNA片段于数小时内扩增至十万乃至百万倍,使肉眼能直接观察和判断;可从一根毛发、一滴血、甚至一个细胞中扩增出足量的DNA供分析研究和检测鉴定。

 
过去几天几星期才能做到的事情,用PCR几小时便可完成。PCR技术是生物医学领域中的一项革命性创举和里程碑。

PCR技术简史 

PCR的最早设想

核酸研究已有100多年的历史,本世纪60年代末、70年代初人们致力于研究基因的体外分离技术,Korana于1971年最早提出核酸体外扩增的设想:“经过DNA变性,与合适的引物杂交,用DNA聚合酶延伸引物,并不断重复该过程便可克隆tRNA基因”。

PCR的实现

1985年美国PE-Cetus公司人类遗传研究室的Mullis等发明了具有划时代意义的聚合酶链反应。其原理类似于DNA的体内复制,只是在试管中给DNA的体外合成提供以致一种合适的条件—摸板DNA,寡核苷酸引物,DNA聚合酶,合适的缓冲体系,DNA变性、复性及延伸的温度与时间。

PCR的改进与完善 Mullis最初使用的DNA聚合酶是大肠杆菌DNA聚合酶I的Klenow片段,其缺点是:

①Klenow酶不耐高温,90℃会变性失活,每次循环都要重新加。

②引物链延伸反应在37℃下进行,容易发生模板和引物之间的碱基错配,其PCR产物特异性较差,合成的DNA片段不均一。

此种以Klenow酶催化的PCR技术虽较传统的基因扩增具备许多突出的优点,但由于Klenow酶不耐热,在DNA模板进行热变性时,会导致此酶钝化,每加入一次酶只能完成一个扩增反应周期,给PCR技术操作程序添了不少困难。这使得PCR技术在一段时间内没能引起生物医学界的足够重视。1988年初,Keohanog改用T4

DNA聚合酶进行PCR,其扩增的DNA片段很均一,真实性也较高,只有所期望的一种DNA片段。但每循环一次,仍需加入新酶。1988年Saiki

等从温泉中分离的一株水生嗜热杆菌(thermus aquaticus)
中提取到一种耐热DNA聚合酶。此酶具有以下特点:

①耐高温,在70℃下反应2h后其残留活性大于原来的90%,在93℃下反应2h后其残留活性是原来的60%,在95℃下反应2h后其残留活性是原来的40%。

②在热变性时不会被钝化,不必在每次扩增反应后再加新酶。

③大大提高了扩增片段特异性和扩增效率,增加了扩增长度(2.0Kb)。由于提高了扩增的特异性和效率,因而其灵敏性也大大提高。为与大肠杆菌多聚酶I

Klenow片段区别,将此酶命名为Taq DNA多聚酶(Taq DNA
Polymerase)。此酶的发现使PCR广泛的被应用。

PCR技术基本原理 

PCR技术的基本原理 类似于DNA的天然复制过程,其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。PCR由变性–退火–延伸三个基本反应步骤构成:①模板DNA的变性:模板DNA经加热至93℃左右一定时间后,使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离,使之成为单链,以便它与引物结合,为下轮反应作准备;②模板DNA与引物的退火(复性):模板DNA经加热变性成单链后,温度降至55℃左右,引物与模板DNA单链的互补序列配对结合;③引物的延伸:DNA模板–引物结合物在TaqDNA聚合酶的作用下,以dNTP为反应原料,靶序列为模板,按碱基配对与半保留复制原理,合成一条新的与模板DNA

链互补的半保留复制链重复循环变性–退火–延伸三过程,就可获得更多的“半保留复制链”,而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需2~4分钟,2~3小时就能将待扩目的基蚶┰龇糯蠹赴偻虮丁5酱锲教ㄆ?Plateau)所需循环次数取决于样品中模板的拷贝。

PCR的反应动力学 
PCR的三个反应步骤反复进行,使DNA扩增量呈指数上升。反应最终的DNA

扩增量可用Y=(1+X)n计算。Y代表DNA片段扩增后的拷贝数,X表示平(Y)均每次的扩增效率,n代表循环次数。平均扩增效率的理论值为100%,但在实际反应中平均效率达不到理论值。反应初期,靶序列DNA片段的增加呈指数形式,随着PCR产物的逐渐积累,被扩增的DNA片段不再呈指数增加,而进入线性增长期或静止期,即出现“停滞效应”,这种效应称平台期数、PCR扩增效率及DNA聚合酶PCR的种类和活性及非特异性产物的竟争等因素。大多数情况下,平台期的到来是不可避免的。

PCR扩增产物

 可分为长产物片段和短产物片段两部分。短产物片段的长度严格地限定在两个引物链5’端之间,是需要扩增的特定片段。短产物片段和长产物片段是由于引物所结合的模板不一样而形成的,以一个原始模板为例,在第一个反应周期中,以两条互补的DNA为模板,引物是从3’端开始延伸,其5’端是固定的,3’端则没有固定的止点,长短不一,这就是“长产物片段”。进入第二周期后,引物除与原始模板结合外,还要同新合成的链(即“长产物片段”)结合。引物在与新链结合时,由于新链模板的5’端序列是固定的,这就等于这次延伸的片段3’端被固定了止点,保证了新片段的起点和止点都限定于引物扩增序列以内、形成长短一致的“短产物片段”。不难看出“短产物片段”是按指数倍数增加,而“长产物片段”则以算术倍数增加,几乎可以忽略不计,

这使得PCR的反应产物不需要再纯化,就能保证足够纯DNA片段供分析与检测用。

  PCR反应体系与反应条件 

标准的PCR反应体系:

   10×扩增缓冲液      10ul

   4种dNTP混合物    各200umol/L

   引物           各10~100pmol 

   模板DNA       0.1~2ug 

    Taq DNA聚合酶    2.5u 

   Mg2+        1.5mmol/L

   加双或三蒸水至    100ul

PCR反应五要素: 参加PCR反应的物质主要有五种即引物、酶、dNTP、模板和Mg2+

  引物: 引物是PCR特异性反应的关键,PCR

产物的特异性取决于引物与模板DNA互补的程度。理论上,只要知道任何一段模板DNA序列,就能按其设计互补的寡核苷酸链做引物,利用PCR就可将模板DNA在体外大量扩增。

设计引物应遵循以下原则:

  ①引物长度: 15-30bp,常用为20bp左右。

  ②引物扩增跨度: 以200-500bp为宜,特定条件下可扩增长至10kb的片段。

  ③引物碱基:G+C含量以40-60%为宜,G+C太少扩增效果不佳,G+C过多易出现非特异条带。ATGC最好随机分布,避免5个以上的嘌呤或嘧啶核苷酸的成串排列。

  ④避免引物内部出现二级结构,避免两条引物间互补,特别是3’端的互补,否则会形成引物二聚体,产生非特异的扩增条带。

  ⑤引物3’端的碱基,特别是最末及倒数第二个碱基,应严格要求配对,以避免因末端碱基不配对而导致PCR失败。

  ⑥引物中有或能加上合适的酶切位点,被扩增的靶序列最好有适宜的酶切位点,这对酶切分析或分子克隆很有好处。

  ⑦引物的特异性:引物应与核酸序列数据库的其它序列无明显同源性。

引物量:

每条引物的浓度0.1~1umol或10~100pmol,以最低引物量产生所需要的结果为好,引物浓度偏高会引起错配和非特异性扩增,且可增加引物之间形成二聚体的机会。

  酶及其浓度 目前有两种Taq DNA聚合酶供应,

一种是从栖热水生杆菌中提纯的天然酶,另一种为大肠菌合成的基因工程酶。催化一典型的PCR反应约需酶量2.5U(指总反应体积为100ul时),浓度过高可引起非特异性扩增,浓度过低则合成产物量减少。

  dNTP的质量与浓度 dNTP的质量与浓度和PCR扩增效率有密切关系,dNTP粉呈颗粒状,如保存不当易变性失去生物学活性。dNTP溶液呈酸性,使用时应配成高浓度后,以1M

NaOH或1M Tris。HCL的缓冲液将其PH调节到7.0~7.5,小量分装,

-20℃冰冻保存。多次冻融会使dNTP降解。在PCR反应中,dNTP应为50~200umol/L,尤其是注意4种dNTP的浓度要相等(

等摩尔配制),如其中任何一种浓度不同于其它几种时(偏高或偏低),就会引起错配。浓度过低又会降低PCR产物的产量。dNTP能与Mg2+结合,使游离的Mg2+浓度降低。

  模板(靶基因)核酸 模板核酸的量与纯化程度,是PCR成败与否的关键环节之一,传统的DNA纯化方法通常采用SDS和蛋白酶K来消化处理标本。SDS的主要功能是:

溶解细胞膜上的脂类与蛋白质,因而溶解膜蛋白而破坏细胞膜,并解离细胞中的核蛋白,SDS

还能与蛋白质结合而沉淀;蛋白酶K能水解消化蛋白质,特别是与DNA结合的组蛋白,再用有机溶剂酚与氯仿抽提掉蛋白质和其它细胞组份,用乙醇或异丙醇沉淀核酸。提取的核酸即可作为模板用于PCR反应。一般临床检测标本,可采用快速简便的方法溶解细胞,裂解病原体,消化除去染色体的蛋白质使靶基因游离,直接用于PCR扩增。RNA模板提取一般采用异硫氰酸胍或蛋白酶K法,要防止RNase降解RNA。

  Mg2+浓度 Mg2+对PCR扩增的特异性和产量有显著的影响,在一般的PCR反应中,各种dNTP浓度为200umol/L时,Mg2+浓度为1.5~2.0mmol/L为宜。Mg2+浓度过高,反应特异性降低,出现非特异扩增,浓度过低会降低Taq

DNA聚合酶的活性,使反应产物减少。

PCR反应条件的选择

  PCR反应条件为温度、时间和循环次数。

  温度与时间的设置:
基于PCR原理三步骤而设置变性-退火-延伸三个温度点。在标准反应中采用三温度点法,双链DNA在90~95℃变性,再迅速冷却至40

~60℃,引物退火并结合到靶序列上,然后快速升温至70~75℃,在Taq DNA

聚合酶的作用下,使引物链沿模板延伸。对于较短靶基因(长度为100~300bp时)可采用二温度点法,

除变性温度外、退火与延伸温度可合二为一,一般采用94℃变性,65℃左右退火与延伸(此温度Taq
DNA酶仍有较高的催化活性)。

  ①变性温度与时间:变性温度低,解链不完全是导致PCR失败的最主要原因。一般情况下,93℃~94℃lmin足以使模板DNA变性,若低于93℃则需延长时间,但温度不能过高,因为高温环境对酶的活性有影响。此步若不能使靶基因模板或PCR产物完全变性,就会导致PCR失败。

  ②退火(复性)温度与时间:退火温度是影响PCR特异性的较重要因素。变性后温度快速冷却至40℃~60℃,可使引物和模板发生结合。由于模板DNA

比引物复杂得多,引物和模板之间的碰撞结合机会远远高于模板互补链之间的碰撞。退火温度与时间,取决于引物的长度、碱基组成及其浓度,还有靶基序列的长度。对于20个核苷酸,G+C含量约50%的引物,55℃为选择最适退火温度的起点较为理想。引物的复性温度可通过以下公式帮助选择合适的温度:

     Tm值(解链温度)=4(G+C)+2(A+T)

     复性温度=Tm值-(5~10℃)

  在Tm值允许范围内,

选择较高的复性温度可大大减少引物和模板间的非特异性结合,提高PCR反应的特异性。复性时间一般为30~60sec,足以使引物与模板之间完全结合。

  ③延伸温度与时间:Taq DNA聚合酶的生物学活性:

  70~80℃ 150核苷酸/S/酶分子

  70℃ 60核苷酸/S/酶分子

  55℃ 24核苷酸/S/酶分子

  高于90℃时, DNA合成几乎不能进行。

  PCR反应的延伸温度一般选择在70~75℃之间,常用温度为72℃,过高的延伸温度不利于引物和模板的结合。PCR延伸反应的时间,可根据待扩增片段的长度而定,一般1Kb以内的DNA片段,延伸时间1min是足够的。3~4kb的靶序列需3~4min;扩增10Kb需延伸至15min。延伸进间过长会导致非特异性扩增带的出现。对低浓度模板的扩增,延伸时间要稍长些。

  循环次数  循环次数决定PCR扩增程度。PCR循环次数主要取决于模板DNA的浓度。一般的循环次数选在30~40次之间,循环次数越多,非特异性产物的量亦随之增多。

PCR反应特点 

特异性强  PCR反应的特异性决定因素为:

   ①引物与模板DNA特异正确的结合;

   ②碱基配对原则;

   ③Taq DNA聚合酶合成反应的忠实性;

   ④靶基因的特异性与保守性。

  其中引物与模板的正确结合是关键。引物与模板的结合及引物链的延伸是遵循碱基配对原则的。聚合酶合成反应的忠实性及Taq

DNA聚合酶耐高温性,使反应中模板与引物的结合(复性)可以在较高的温度下进行,结合的特异性大大增加,被扩增的靶基因片段也就能保持很高的正确度。再通过选择特异性和保守性高的靶基因区,其特异性程度就更高。

灵敏度高 

PCR产物的生成量是以指数方式增加的,能将皮克(pg=10-12g)量级的起始待测模板扩增到微克(ug=10-6g)水平。能从100万个细胞中检出一个靶细胞;在病毒的检测中,PCR的灵敏度可达3个RFU(空斑形成单位);在细菌学中最小检出率为3个细菌。

简便、快速  PCR反应用耐高温的Taq
DNA聚合酶,一次性地将反应液加好后,即在DNA扩增液和水浴锅上进行变性-退火-延伸反应,一般在2~4

小时完成扩增反应。扩增产物一般用电泳分析,不一定要用同位素,无放射性污染、易推广。

对标本的纯度要求低  不需要分离病毒或细菌及培养细胞,DNA

粗制品及总RNA均可作为扩增模板。可直接用临床标本如血液、体腔液、洗嗽液、毛发、细胞、活组织等粗制的DNA扩增检测。

PCR扩增产物分析

 
PCR产物是否为特异性扩增,其结果是否准确可靠,必须对其进行严格的分析与鉴定,才能得出正确的结论。PCR产物的分析,可依据研究对象和目的不同而采用不同的分析方法。

凝胶电泳分析:PCR产物电泳,EB溴乙锭染色紫外仪下观察,初步判断产物的特异性。PCR产物片段的大小应与预计的一致,特别是多重PCR,应用多对引物,其产物片断都应符合预讦的大小,这是起码条件。

  琼脂糖凝胶电泳: 通常应用1~2%的琼脂糖凝胶,供检测用。

  聚丙烯酰胺凝胶电泳:6~10%聚丙烯酰胺凝胶电泳分离效果比琼脂糖好,条带比较集中,可用于科研及检测分析。

酶切分析:根据PCR产物中限制性内切酶的位点,用相应的酶切、电泳分离后,获得符合理论的片段,此法既能进行产物的鉴定,又能对靶基因分型,还能进行变异性研究。

分子杂交:分子杂交是检测PCR产物特异性的有力证据,也是检测PCR
产物碱基突变的有效方法。

Southern印迹杂交:

在两引物之间另合成一条寡核苷酸链(内部寡核苷酸)标记后做探针,与PCR产物杂交。此法既可作特异性鉴定,又可以提高检测PCR产物的灵敏度,还可知其分子量及条带形状,主要用于科研。

斑点杂交:将PCR产物点在硝酸纤维素膜或尼膜薄膜上,再用内部寡核苷酸探针杂交,观察有无着色斑点,主要用于PCR产物特异性鉴定及变异分析。

核酸序列分析:是检测PCR产物特异性的最可靠方法。

PCR常见问题总结

 
PCR产物的电泳检测时间一般为48h以内,有些最好于当日电泳检测,大于48h后带型不规则甚致消失。

假阴性,不出现扩增条带

  PCR反应的关键环节有①模板核酸的制备,②引物的质量与特异性,③酶的质量及活性
④PCR循环条件。寻找原因亦应针对上述环节进行分析研究。

  模板:①模板中含有杂蛋白质,②模板中含有Taq酶抑制剂,③模板中蛋白质没有消化除净,特别是染色体中的组蛋白,④在提取制备模板时丢失过多,或吸入酚。⑤模板核酸变性不彻底。在酶和引物质量好时,不出现扩增带,极有可能是标本的消化处理,模板核酸提取过程出了毛病,因而要配制有效而稳定的消化处理液,其程序亦应固定不宜随意更改。

  酶失活:需更换新酶,或新旧两种酶同时使用,以分析是否因酶的活性丧失或不够而导致假阴性。需注意的是有时忘加Taq酶或溴乙锭。

  引物:引物质量、引物的浓度、两条引物的浓度是否对称,是PCR失败或扩增条带不理想、容易弥散的常见原因。有些批号的引物合成质量有问题,两条引物一条浓度高,一条浓度低,造成低效率的不对称扩增,对策为:①选定一个好的引物合成单位。②引物的浓度不仅要看OD值,更要注重引物原液做琼脂糖凝胶电泳,一定要有引物条带出现,而且两引物带的亮度应大体一致,如一条引物有条带,一条引物无条带,此时做PCR有可能失败,应和引物合成单位协商解决。如一条引物亮度高,一条亮度低,在稀释引物时要平衡其浓度。③引物应高浓度小量分装保存,防止多次冻融或长期放冰箱冷藏部分,导致引物变质降解失效。④引物设计不合理,如引物长度不

够,引物之间形成二聚体等。

  Mg2+浓度:Mg2+离子浓度对PCR扩增效率影响很大,浓度过高可降低PCR扩增的特异性,浓度过低则影响PCR扩增产量甚至使PCR扩增失败而不出扩增条带。

  反应体积的改变:通常进行PCR扩增采用的体积为20ul、30ul、50ul。或100ul,应用多大体积进行PCR扩增,是根据科研和临床检测不同目的而设定,在做小体积如20ul后,再做大体积时,一定要模索条件,否则容易失败。

  物理原因:变性对PCR扩增来说相当重要,如变性温度低,变性时间短,极有可能出现假阴性;退火温度过低,可致非特异性扩增而降低特异性扩增效率退火温度过高影响引物与模板的结合而降低PCR扩增效率。有时还有必要用标准的温度计,检测一下扩增仪或水溶锅内的变性、退火和延伸温度,这也是PCR失败的原因之一。

靶序列变异:如靶序列发生突变或缺失,影响引物与模板特异性结合,或因靶序列某段缺失使引物与模板失去互补序列,其PCR扩增是不会成功的。

假阳性

出现的PCR扩增条带与目的靶序列条带一致,有时其条带更整齐,亮度更高。

引物设计不合适:选择的扩增序列与非目的扩增序列有同源性,因而在进行PCR扩增时,扩增出的PCR产物为非目的性的序列。靶序列太短或引物太短,容易出现假阳性。需重新设计引物。

靶序列或扩增产物的交叉污染:这种污染有两种原因:一是整个基因组或大片段的交叉污染,导致假阳性。这种假阳性可用以下方法解决:①操作时应小心轻柔,防止将靶序列吸入加样枪内或溅出离心管外。②除酶及不能耐高温的物质外,所有试剂或

器材均应高压消毒。所用离心管及样进枪头等均应一次性使用。③必要时,在加标本前,反应管和试剂用紫外线照射,以破坏存在的核酸。二是空气中的小片段核酸污染,这些小片段比靶序列短,但有一定的同源性。可互相拼接,与引物互补后,可扩增出PCR产物,而导致假阳性的产生,可用巢式PCR方法来减轻或消除。

出现非特异性扩增带

PCR扩增后出现的条带与预计的大小不一致,或大或小,或者同时出现特异性扩增带与非特异性扩增带。非特异性条带的出现,其原因:一是引物与靶序列不完全互补、或引物聚合形成二聚体。二是Mg2+离子浓度过高、退火温度过低,及PCR循环次数过多有关。其次是酶的质和量,往往一些来源的酶易出现非特异条带而另一来源的酶则不出现,酶量过多有时也会出现非特异性扩增。其对策有:①必要时重新设计引物。②减低酶量或调换另一来源的酶。③降低引物量,适当增加模板量,减少循环次数。④适当提高退火温度或采用二温度点法(93℃变性,65℃左右退火与延伸)。

出现片状拖带或涂抹带

PCR扩增有时出现涂抹带或片状带或地毯样带。其原因往往由于酶量过多或酶的质量差,dNTP浓度过高,Mg2+浓度过高,退火温度过低,循环次数过多引起。其对策有:①减少酶量,或调换另一来源的酶。②减少dNTP的浓度。③适当降低Mg2+浓度。④增加模板量,减少循环次数。

PCR污染与对策 

PCR反应的最大特点是具有较大扩增能力与极高的灵敏性,但令人头痛的问题是易污染,极其微量的污染即可造成假阳性的产生。

污染原因

(一)标本间交叉污染:标本污染主要有收集标本的容器被污染,或标本放置时,由于密封不严溢于容器外,或容器外粘有标本而造成相互间交叉污染;标本核酸模板在提取过程中,由于吸样枪污染导致标本间污染;有些微生物标本尤其是病毒可随气溶胶或形成气溶胶而扩散,导致彼此间的污染。

(二)PCR试剂的污染:主要是由于在PCR试剂配制过程中,由于加样枪、容器、双蒸水及其它溶液被PCR核酸模板污染.

(三)PCR扩增产物污染:这是PCR反应中最主要最常见的污染问题,因为PCR产物拷贝量

大(一般为1013拷贝/ml),远远高于PCR检测数个拷贝的极限,所以极微量的PCR产物污染,就可造成假阳就可形成假阳性。

 还有一种容易忽视,最可能造成PCR产物污染的形式是气溶胶污染;在空气与液体面摩擦时就可形成气溶胶,在操作时比较剧烈地摇动反应管,开盖时、吸样时及污染进样枪的反复吸样都可形成气溶胶而污染.据计算一个气溶胶颗粒可含48000拷贝,因而由

其造成的污染是一个值得特别重视的问题.

(四)实验室中克隆质粒的污染:在分子生物学实验室及某些用克隆质粒做阳性对照的检验室,这个问题也比较常见。因为克隆质粒在单位容积内含量相当高,另外在纯化过程中需用较多的用具及试剂,而且在活细胞内的质粒,由于活细胞的生长繁殖的简便性及具有很强的生命力,其污染可能性也很大。污染的监测

 一个好的实验室,要时刻注意污染的监测,考虑有无污染是什么原因造成的污染,以便采取措施,防止和消除污染。

对照试验

 1.阳性对照:在建立PCR反应实验室及一般的检验单位都应设有PCR阳性对照,它是PCR反应是否成功、产物条带位置及大小是否合乎理论要求的一个重要的参考标志。阳性对照要选择扩增度中等、重复性好,经各种鉴定是该产物的标本,如以重组质粒为阳性对照,其含量宜低不宜高(100个拷贝以下),但阳性对照尤其是重组质粒及高浓度阳性标本,其对检测或扩增样品污染的可能性很大。因而当某一PCR试剂经自己使用稳定,检验人员心中有数时,在以后的实验中可免设阳性对照。

 2.阴性对照:每次PCR实验务必做阴性对照。它包括①标本对照:被检的标本是血清就用鉴定后的正常血清作对照;被检的标本是组织细胞就用相应的组织细胞作对照。②试剂对照:在PCR试剂中不加模板DNA或RNA,进行PCR扩增,以监测试剂是否污染。

 3.重复性试验

4.选择不同区域的引物进行PCR扩增

防止污染的方法

(一)合理分隔实验室:将样品的处理、配制PCR反应液、PCR循环扩增及PCR产物的鉴定等步骤分区或分室进行,特别注意样本处理及PCR产物的鉴定应与其它步骤严格分开。最好能划分①标本处理区;②PCR反应液制备区;③PCR循环扩增区;④PCR产物鉴定区。其实验用品及吸样枪应专用,实验前应将实验室用紫外线消毒以破坏残留的DNA或RNA。

(二)吸样枪:吸样枪污染是一个值得注意的问题。由于操作时不慎将样品或模板核酸吸入枪内或粘上枪头是一个严重的污染源,因而加样或吸取模板核酸时要十分小心,吸样要慢,吸样时尽量一次性完成,忌多次抽吸,以免交叉污染或产生气溶胶污染。

(三)预混和分装PCR试剂:所有的PCR试剂都应小量分装,如有可能,PCR反应液应预先配制好,然后小量分装,-20℃保存。以减少重复加样次数,避免污染机会。另外,PCR试剂,PCR反应液应与样品及PCR产物分开保存,不应放于同一冰盒或同一冰箱。

(四)防止操作人员污染,使用一次性手套、吸头、小离心管应一次性使用。

(五)设立适当的阳性对照和阴性对照,阳性对照以能出现扩增条带的最低量的标准病原体核酸为宜,并注意交叉污染的可能性,每次反应都应有一管不加模板的试剂对照及相应不含有被扩增核酸的样品作阴性对照。

(六)减少PCR循环次数,只要PCR产物达到检测水平就适可而止。

(七)选择质量好的Eppendorf管,以避免样本外溢及外来核酸的进入,打开离心管前应先离心,将管壁及管盖上的液体甩至管底部。开管动作要轻,以防管内液体溅出。

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